Александра Лашко | Ветеринарная медицина экзотических животных

Друзья и коллеги! 17–18 октября состоится главное событие герпетологической сферы — крупнейшая в России выставка-продажа Reptilium. Это не только возможность увидеть редчайших животных, но и площадка для обмена профессиональным опытом. 18 октября я приглашаю вас в лекционный зал на специализированный семинар, посвященный одной из самых сложных и обсуждаемых тем в террариумистике — анестезии рептилий. Многие киперы боятся наркоза больше, чем самой операции, часто руководствуясь устаревшими данными или мифами. На лекции мы разберем ситуацию с точки зрения доказательной ветеринарии. В программе: • Что такое анестезия для рептилий и чем она отличается от млекопитающих. • Развенчание мифов о смертельной опасности наркоза. • Профилактика осложнений: как подготовить животное и избежать критических ошибок. • Клинические случаи из практики: реальные примеры, когда животное попало на операционный стол, и анализ того, как этого можно было избежать. Важно: Лекция ориентирована на киперов и владельцев животных. Мы не будем разбирать конкретные препараты и дозировки. Цель — дать вам понимание процессов и алгоритмов безопасности, чтобы вы могли грамотно взаимодействовать с врачом и понимать риски. Жду вас 18 октября. Берегите своих питомцев и повышайте свою компетентность!

Клинический отчёт: Извлечение пелёнки из желудочно-кишечного тракта радужного удава Взрослый радужный удав (Epicrates cenchria) был направлен коллегами на гастроскопию после проглатывания впитывающей пелёнки для животных размером 90×60 см. Инородное тело локализовалось в двенадцатиперстной кишке. Под общей анестезией пелёнка была полностью извлечена с помощью манипулятора «крокодил» через гастроскоп. Операционное время составило 40 минут. После извлечения проведена ревизия слизистой оболочки на предмет повреждений — всё в норме. Протокол: •Meloxicam 0,5mg/kg •NaCl 0,9% 10ml/kg в/в •Индукция осуществлялась газовым анестетиком (изофлуран) в концентрации 5 об.%, поддержание — тем же агентом в открытом контуре при 3 об.%. Интубация выполнена после индукции. После операционно: •Антипсин 20mg/kg •Альмагель 1ml/kg •Голодная диета на 14 дней обоснована: после эндоскопии необходимо время для восстановления слизистой и наблюдения за возможными отсроченными повреждениями. Для взрослого удава такой срок голодания приемлем, но необходим свободный доступ к воде. В период голодания следует контролировать выделение мочевой кислоты и кала для исключения стриктур или обструкции после повреждения кишечной стенки. Причины: •Хемосенсорная дезориентация. Змеи воспринимают окружающий мир преимущественно через вомероназальный орган. Ткани, контактировавшие с млекопитающими — грызунами или человеком — несут на себе следовые запахи, которые могут запускать пищевой поисковый алгоритм. •Сопутствующее заглатывание при кормлении. Это наиболее частый механизм в неволе. Если владелец кладёт кормовой объект на пелёнку, салфетку или подстилку, змея при заглатывании добычи захватывает и субстрат. •Запуск врождённого стереотипа глотания. Механизм «птеригоидного хода» у змей работает так: после захвата объекта зубы начинают продвигать его в глотку ротацией челюстных костей. Остановить этот процесс после запуска крайне сложно. Если предмет проходит через ротоглотку по размеру, глотательная последовательность продолжается до конца. •Исследовательское поведение в условиях неволи. Часть ветеринарных специалистов связывает такое поведение со стрессом, скудной средой или недостатком сенсорной стимуляции. Гипотеза минеральной недостаточности упоминается, но экспериментальных подтверждений не имеет. Выбранная тактика рациональна: эндоскопическое извлечение под общей анестезией предпочтительнее лапаротомии — меньше травматизация, быстрее восстановление. Локализация инородного тела в двенадцатиперстной кишке, а не дистальнее, позволила выполнить трансоральный эндоскопический доступ. Ревизия после извлечения не выявила перфорации или выраженного повреждения слизистой, прогноз благоприятный. Хирург: Климовский А.И. Анестезиолог: Лашко А.В. Лечащий врач: Эскин Ф.П. Команда ветеринарного центра Akimov vet

Методы определения пола 📌Пальпация с выведением наружных половых органов Данный метод предполагает аккуратное мануальное выведение полового члена из препуциального мешка или визуализацию вульвы. У самцов в возрасте от 60 дней и старше дифференциация становится возможной. В условиях неволи метод эффективен при условии предварительной выработки у животного толерантности к регулярным осмотрам: в Московском зоопарке пол детёнышей капибары был успешно определён в возрасте трёх месяцев именно посредством пальпации после курса тренингов. Ключевое требование — минимизация стресса, поскольку капибара остаётся диким животным с выраженной стресс-реакцией. 📌Ультразвуковое исследование УЗИ признано наиболее доступным, быстрым, универсальным, точным и безопасным методом визуализации репродуктивных органов у животных. У самцов визуализируются семенники, расположенные подкожно в паховой области, а также придатки и добавочные половые железы (семенные пузырьки и предстательная железа). У самок идентифицируются матка, яичники и цервикальный канал. Применение допплеровского режима позволяет дифференцировать сосудистые структуры: у самцов — лозовидное сплетение и тестикулярную вену, у самок — васкуляризацию между медуллярным и кортикальным слоями яичника. 📌Рентгенография На обзорных рентгенограммах у самцов капибары визуализируется бакулюм (os penis) — кость полового члена, длина которой составляет 3–4 см. Однако при стандартных укладках бакулюм может быть нечётко дифференцирован, что требует прицельного исследования области гениталий. Дополнительным рентгенологическим признаком у самцов старше одного года служат минерализованные образования в области половых органов (мочевые соли, визуализируемые как контрастные включения). Следует учитывать, что минерализация секрета в анальных мешках также варьирует и, вероятно, зависит от ранга животного, что может создавать дополнительные артефакты и затруднять интерпретацию снимков. У животных младше 12 месяцев указанные признаки, как правило, отсутствуют, что ограничивает диагностическую ценность метода у молодняка. 📌Визуальная идентификация у половозрелых особей У взрослых самцов возможно визуальное выявление семенников без пальпации, однако это удаётся относительно редко ввиду их подкожного расположения и малых размеров. По некоторым данным, для капибары зарегистрирован один из самых низких гонадосоматических индексов среди грызунов, что объясняет низкую эффективность чисто визуальной диагностики. Половой диморфизм у капибар в целом проявляется только у взрослых животных и преимущественно по наличию моррильо, а не по размеру тела. Однако, как отмечено выше, выраженная железа может встречаться и у самок, что требует осторожности при визуальной оценке. 📌Молекулярно-генетические методы Наиболее точным и наименее инвазивным методом, особенно для молодых особей, является ДНК-диагностика. Анализ проводится методом ПЦР с использованием маркеров амелогенина и консервативного региона SRY-HMG гена, локализованного в X- и Y-хромосомах. В качестве биоматериала используются кровь, волосяные фолликулы или тканевые образцы. Данный подход позволяет определить пол животного с первых дней жизни без стрессовой иммобилизации. НО в РФ он затрудняется из-за малого объема материала и выборки животных, соответственно отсутствует диагностика в лабораториях. 📎 Независимо от выбранного метода, обязательным условием является минимизация стрессовой нагрузки на животное, что требует предварительной адаптации к регулярным осмотрам.

Методы определения пола 📌Пальпация с выведением наружных половых органов Данный метод предполагает аккуратное мануальное выведение полового члена из препуциального мешка или визуализацию вульвы. У самцов в возрасте от 60 дней и старше дифференциация становится возможной. В условиях неволи метод эффективен при условии предварительной выработки у животного толерантности к регулярным осмотрам: в Московском зоопарке пол детёнышей капибары был успешно определён в возрасте трёх месяцев именно посредством пальпации после курса тренингов. Ключевое требование — минимизация стресса, поскольку капибара остаётся диким животным с выраженной стресс-реакцией. 📌Ультразвуковое исследование УЗИ признано наиболее доступным, быстрым, универсальным, точным и безопасным методом визуализации репродуктивных органов у животных. У самцов визуализируются семенники, расположенные подкожно в паховой области, а также придатки и добавочные половые железы (семенные пузырьки и предстательная железа). У самок идентифицируются матка, яичники и цервикальный канал. Применение допплеровского режима позволяет дифференцировать сосудистые структуры: у самцов — лозовидное сплетение и тестикулярную вену, у самок — васкуляризацию между медуллярным и кортикальным слоями яичника. 📌Рентгенография На обзорных рентгенограммах у самцов капибары визуализируется бакулюм (os penis) — кость полового члена, длина которой составляет 3–4 см. Однако при стандартных укладках бакулюм может быть нечётко дифференцирован, что требует прицельного исследования области гениталий. Дополнительным рентгенологическим признаком у самцов старше одного года служат минерализованные образования в области половых органов (мочевые соли, визуализируемые как контрастные включения). Следует учитывать, что минерализация секрета в анальных мешках также варьирует и, вероятно, зависит от ранга животного, что может создавать дополнительные артефакты и затруднять интерпретацию снимков. У животных младше 12 месяцев указанные признаки, как правило, отсутствуют, что ограничивает диагностическую ценность метода у молодняка. 📌Визуальная идентификация у половозрелых особей У взрослых самцов возможно визуальное выявление семенников без пальпации, однако это удаётся относительно редко ввиду их подкожного расположения и малых размеров. По некоторым данным, для капибары зарегистрирован один из самых низких гонадосоматических индексов среди грызунов, что объясняет низкую эффективность чисто визуальной диагностики. Половой диморфизм у капибар в целом проявляется только у взрослых животных и преимущественно по наличию моррильо, а не по размеру тела. Однако, как отмечено выше, выраженная железа может встречаться и у самок, что требует осторожности при визуальной оценке. 📌Молекулярно-генетические методы Наиболее точным и наименее инвазивным методом, особенно для молодых особей, является ДНК-диагностика. Анализ проводится методом ПЦР с использованием маркеров амелогенина и консервативного региона SRY-HMG гена, локализованного в X- и Y-хромосомах. В качестве биоматериала используются кровь, волосяные фолликулы или тканевые образцы. Данный подход позволяет определить пол животного с первых дней жизни без стрессовой иммобилизации. НО в РФ он затрудняется из-за малого объема материала и выборки животных, соответственно отсутствует диагностика в лабораториях. 📎 Независимо от выбранного метода, обязательным условием является минимизация стрессовой нагрузки на животное, что требует предварительной адаптации к регулярным осмотрам.

Определение пола у капибар (Hydrochoerus hydrochaeris): методы и практические аспекты Капибара — крупнейший современный грызун, обитающий в Южной Америке. Несмотря на то что определение пола у этого вида возможно с рождения, ранняя диагностика сопряжена с рядом объективных трудностей. У детёнышей наружные половые органы крайне малы, а у взрослых особей выраженный половой диморфизм практически отсутствует — это создаёт серьёзные сложности для визуальной идентификации. Настоящая публикация систематизирует существующие методики с акцентом на их применение в ветеринарной практике и зоологическом менеджменте. Морфофизиологические предпосылки ⏺️Наружные половые органы самцов и самок капибары внешне чрезвычайно схожи: половой член самца в неэрегированном состоянии расположен интраабдоминально и скрыт в крупной врождённой инвагинации. Гениталии обоих полов маскируются анальными мешками, что делает дифференциацию по внешним признакам практически невозможной без целенаправленного осмотра. ⏺️У капибар имеется надноздревая (носовая) железа — моррильо, которая присутствует у обоих полов, однако степень её выраженности обычно显著 выше у самцов. ⏺️У самцов железа крупная, приподнятая, лишена волосяного покрова и секретирует обильный липкий белый секрет, участвующий в социальной сигнализации и маркировке территории. Размер и активность железы коррелируют с концентрацией тестостерона: у доминантных самцов она наиболее развита, тогда как у низкоранговых особей меньше и покрыта шерстью. ⏺️У самок моррильо, как правило, рудиментарна или слабо выражена, однако описаны редкие случаи значительной железы у самок, в том числе у лактирующих особей (например, наблюдения в зоопарках Азии). Таким образом, наличие выраженного моррильо не может служить абсолютным критерием пола и требует подтверждения другими методами. Дополнительным признаком у самок служит наличие шести пар вентральных молочных желез.

У взрослых самцов возможно визуальное выявление семенников без пальпации, однако это удаётся относительно редко ввиду их подкожного расположения и малых размеров. По некоторым данным, для капибары зарегистрирован один из самых низких гонадосоматических индексов среди грызунов, что объясняет низкую эффективность чисто визуальной диагностики. Половой диморфизм у капибар в целом проявляется только у взрослых животных и преимущественно по наличию моррильо, а не по размеру тела. Однако, как отмечено выше, выраженная железа может встречаться и у самок, что требует осторожности при визуальной оценке. 5.Молекулярно-генетические методы Наиболее точным и наименее инвазивным методом, особенно для молодых особей, является ДНК-диагностика. Анализ проводится методом ПЦР с использованием маркеров амелогенина и консервативного региона SRY-HMG гена, локализованного в X- и Y-хромосомах. В качестве биоматериала используются кровь, волосяные фолликулы или тканевые образцы. Данный подход позволяет определить пол животного с первых дней жизни без стрессовой иммобилизации, НО в России он затруднен. Выбор метода определения пола у капибар определяется возрастом животного, условиями содержания и доступностью диагностического оборудования. У новорождённых и молодых особей предпочтительны молекулярно-генетические методы или УЗИ; у взрослых животных надёжным ориентиром служит моррильо, однако следует помнить, что выраженная железа изредка встречается и у самок, а минерализация секрета в анальных мешках варьирует и может зависеть от ранга. Пальпация и рентгенография применяются как дополнительные инструменты. Независимо от выбранного метода, обязательным условием является минимизация стрессовой нагрузки на животное, что требует предварительной адаптации к регулярным осмотрам.

Определение пола у капибар (Hydrochoerus hydrochaeris): методы и практические аспекты Капибара — крупнейший современный грызун, обитающий в Южной Америке. Несмотря на то что определение пола у этого вида возможно с рождения, ранняя диагностика сопряжена с рядом объективных трудностей. У детёнышей наружные половые органы крайне малы, а у взрослых особей выраженный половой диморфизм практически отсутствует — это создаёт серьёзные сложности для визуальной идентификации. Настоящая публикация систематизирует существующие методики с акцентом на их применение в ветеринарной практике и зоологическом менеджменте. Морфофизиологические предпосылки •Наружные половые органы самцов и самок капибары внешне чрезвычайно схожи: половой член самца в неэрегированном состоянии расположен интраабдоминально и скрыт в крупной врождённой инвагинации. •Гениталии обоих полов маскируются анальными мешками, что делает дифференциацию по внешним признакам практически невозможной без целенаправленного осмотра. •У капибар имеется надноздревая (носовая) железа — моррильо, которая присутствует у обоих полов, однако степень её выраженности обычно выше у самцов. У самцов железа крупная, приподнятая, лишена волосяного покрова и секретирует обильный липкий белый секрет, участвующий в социальной сигнализации и маркировке территории. Размер и активность железы коррелируют с концентрацией тестостерона: у доминантных самцов она наиболее развита, тогда как у низкоранговых особей меньше и покрыта шерстью. • У самок моррильо, как правило, рудиментарна или слабо выражена, однако описаны редкие случаи значительной железы у самок, в том числе у лактирующих особей (например, наблюдения в зоопарках Азии). Таким образом, наличие выраженного моррильо не может служить абсолютным критерием пола и требует подтверждения другими методами. Дополнительным признаком у самок служит наличие шести пар вентральных молочных желез. Методы определения пола 1. Пальпация с выведением наружных половых органов Данный метод предполагает аккуратное мануальное выведение полового члена из препуциального мешка или визуализацию вульвы. У самцов в возрасте от 60 дней и старше дифференциация становится возможной. В условиях неволи метод эффективен при условии предварительной выработки у животного толерантности к регулярным осмотрам. Ключевое требование — минимизация стресса, поскольку капибара остаётся диким животным с выраженной стресс-реакцией. Здесь не исключено и ветеринарное медикаментозное сопровождение. 2. Ультразвуковое исследование УЗИ признано наиболее доступным, быстрым, универсальным, точным и безопасным методом визуализации репродуктивных органов у животных. • У самцов визуализируются семенники, расположенные подкожно в паховой области, а также придатки и добавочные половые железы (семенные пузырьки и предстательная железа). • У самок идентифицируются матка, яичники и цервикальный канал. • Применение допплеровского режима позволяет дифференцировать сосудистые структуры: у самцов — лозовидное сплетение и тестикулярную вену, у самок — васкуляризацию между медуллярным и кортикальным слоями яичника. 3. Рентгенография На обзорных рентгенограммах у самцов капибары визуализируется бакулюм (os penis) — кость полового члена, длина которой составляет 3–4 см. Однако при стандартных укладках бакулюм может быть нечётко дифференцирован, что требует прицельного исследования области гениталий. Дополнительным рентгенологическим признаком у самцов старше одного года служат минерализованные образования в области половых органов (мочевые соли, визуализируемые как контрастные включения). Следует учитывать, что минерализация секрета в анальных мешках также варьирует и, вероятно, зависит от ранга животного, что может создавать дополнительные артефакты и затруднять интерпретацию снимков. У животных младше 12 месяцев указанные признаки, как правило, отсутствуют, что ограничивает диагностическую ценность метода у молодняка. 4. Визуальная идентификация у половозрелых особей

🔥🦎 Бесплатный вебинар по ящерицам! Этот вебинар позволит вам: - ознакомиться с анатомией ящериц - понять физиологию этих животных - узнать о принципах содержания ящериц в неволе - познакомиться с лектором предстоящего большого курса по рептилиям - Сергеем Куторовым ✅ Лектор: Куторов Сергей Александрович ✅ Когда: 2 октября в 19:00 по Мск ✅ Цена: БЕСПЛАТНО Ссылка на регистрацию: https://pruffme.com/landing/u1354857/tmp1790070717

Мастер класс ищем моделей для УЗИ - рептилии 🐍🦎🐢 От нас бесплатно узи целома с устным заключением ❤️ Адрес проведения: Образовательный Центр по адресу: г. Москва, 1-й Павелецкий проезд, д. 1 (станция метро «Павелецкая»). Для записи: @lawazza

Ищем моделей на очный мастер класс по узи экзотам, который пройдет 5 октября (ориентировочное время 15-16 ч). Нам нужны морские свинки 🐹 и кролики 🐇 по 3-5 штук. На одно животное поставим только 1 ученика, займёт минут 15, будем забривать шерсть на брюшке. требуются 1-2 крыса с ОГМ для УЗИ головы 🐀 От нас бесплатное узи брюшной полости с устным заключением. Адрес проведения: Образовательный Центр по адресу: г. Москва, 1-й Павелецкий проезд, д. 1 (станция метро «Павелецкая»). Писать мне в ЛС [id6188179|@lawazza]

✨ Два дня — на одном дыхании ✨ Вчера был по-настоящему крутой день в комьюнити моих дорогих коллег. Мы снова встретились — тепло, радостно, как дети. Особенно волнительно было увидеть коллег из Питера, Казани, Костромы… возможно, и Коломны — но тут не точно 🤣 Делились опытом в работе с рептилиями, слушали доклады, смеялись, спорили, обсуждали и даже ругались — но, конечно, только по-доброму. ❤️ Спасибо всем коллегам, что мы смогли собраться в одном месте, в один день. Некоторых очень не хватало, но мы всех вспомнили добрым словом. Мероприятие для нас провела образовательная площадка Panteric. Было весело, комфортно и вкусно! 🦎🍃 Рада была познакомиться с новыми людьми и наконец увидеть тех, кого знала только через экран телефона и клинические случаи. Теперь это уже не просто сообщения и кейсы — это настоящие люди, с которыми хочется и работать, и дружить. Спасибо за эти два дня. До новых встреч! 💚

🌱Долгожданный анонс! Хирургия рептилий. Базовый курс. 2-й поток! 🌿 В мае мы провели мастер-класс с Филиппом Петровичем Эскиным и Алексеем Игоревичем Климовским, и это было невероятно! 🔥Мы получили шквал заявок, и, к сожалению, не все успели попасть в группу. Мы услышали ваши просьбы и открываем запись на новый поток! Когда: 29–30 сентября Где: ВЦ Akimov-vet Сайт: akimov.vet 📚Что входит в курс: 🌿Теория + методическое пособие (останется у вас) 🌿Практика на кадаврическом материале (руки запомнят всё!) 🌿Сертификат по окончании ⚠️Важно: Участвуют только практикующие врачи и студенты ветвузов. Места ограничены! 💰Стоимость: ▫️35 000 руб. — онлайн-перевод ▫ 30 000 руб. — наличными Как записаться? ✍️Записаться можно по телефону: 8 (926) 827-55-17 (Анна) Ждем вас, будет насыщенно и полезно! 🦎💉

Интересно, а сколько людей из моих подписчиков будут сегодня/завтра на конференции Panteric

Оценка болевой чувствительности перед разрезом Тест на pinch (сдавление пальца конечности или хвоста или кожи при помощи гемостата) — базовый ноцицептивный стимул. На хирургической стадии анестезии у ящериц ответ на pinch должен отсутствовать. Если животное реагирует движением конечности, головы или языка — глубина недостаточна, необходимо либо увеличить концентрацию ингаляционного агента, либо ввести болюс анальгетика. Важный нюанс: у рептилий реакция на болевой стимул может сохраняться вплоть до исчезновения язычного и пальпебрального рефлексов — это означает, что ориентироваться только на «отсутствие движения» нельзя. Если на pinch есть реакция, но язык не высовывается, это тревожный сигнал: животное близко к передозировке, но при этом всё ещё воспринимает боль.

Анестезиологическое обеспечение приматов: профессиональный протокол и критически важные аспекты безопасности Работа с приматами без анестезии — это не просто риск, а прямое нарушение принципов безопасности. Нечеловекообразные приматы (NHP) — стрессированные животные, которые при неправильной фиксации могут нанести серьезные травмы человеку и являются потенциальным источником зоонозных инфекций, включая бешенство, оспу, туберкулез. Химическая иммобилизация должна использоваться всегда, когда это возможно, для минимизации риска травм и зоонозов для персонала и животного. Премедикация и превентивная анальгезия 🔸Габапентин: 20–50 мг/кг per os за 1–2 дня до процедуры. В ветеринарной литературе для приматов (Macaca spp.) указана доза 25 мг/кг p.o. каждые 8–12 часов. 🔸 Тразадон: 5–10 мг/кг per os каждые 12 часов за 1 день до манипуляции. Индукция в наркоз 🔸Мелкие приматы (мармозеты, тамарины и др.): ингаляционный бокс с изофлураном 5 об.%, затем масочно 2–3 об.% для поддержания. Индукция изофлураном у мелких животных обычно быстрая и достигается при концентрации 2–4 об.%. 🔸Крупные приматы: дексмедетомидин (ДДМ) в/м 0,05 мг/кг + индукция газовым анестетиком. Доза 0,05 мг/кг подтверждена исследованиями на макаках в комбинации с кетамином. Иммобилизация с применением стрелковых шприцов (УВЫШ-1) Для дистанционной иммобилизации используется духовое устройство УВЫШ-1 (дальность 5–65 м, время начала действия 5–20 с). Возможные схемы: 🔸ДДМ в/м 0,05 мг/кг + золазепам 6 мг/кг в/м. Комбинация тилетамина и золазепама (Zoletil®) в дозе 3,6 мг/кг применяется для химической иммобилизации. 🔸ДДМ 20–30 мкг/кг + кетамин 4 мг/кг. Комбинация медетомидина (150 мкг/кг) с кетамином (4 мг/кг) показала наилучшие результаты у ревунов (Alouatta seniculus). Для кетамина максимальная рекомендованная доза для приматов составляет 40 мг/кг. Интубация и поддержание анестезии Интубация (или масочная вентиляция в зависимости от ситуации) обеспечивает проходимость дыхательных путей и стабильность анестезии. Мониторинг — обязательно и строго Базовый анестезиологический мониторинг включает измерение ЧСС, ЧДД и температуры тела. Оценка оксигенации и вентиляции проводится визуально, с помощью пульсоксиметрии и капнографии, а также анализа газов крови. Оценка слизистых. Й 🔸 Пульсоксиметр: датчик размещают на ушах или пальцах, предварительно смочив спиртом для улучшения контакта. Следует учитывать, что ушная раковина может быть ненадежным местом для пульсоксиметрии у некоторых видов. 🔸Контроль температуры — СТРОГО! У мелких приматов гипотермия во время анестезии может быть опасной для жизни, поэтому необходимо использовать дополнительные средства обогрева. Мониторинг температуры должен проводиться каждые 5 минут. Каждый протокол должен быть индивидуализирован с учетом вида, веса, состояния здоровья и темперамента примата. Однако неизменным остается одно: работа без адекватной анестезии — это неприемлемый риск как для животного, так и для ветеринарного специалиста. Безопасность начинается с химической иммобилизации и заканчивается тщательным мониторингом на всех этапах.

Дыхательная система птиц: ключевые особенности для анестезии и ИВЛ 🔸Дыхание — через ноздри или рот. 🔸При анестезии/ИВЛ интубация обязательна: используют трубку без манжеты либо манжету не раздувают. При необходимости возможна установка трубки непосредственно в воздушные мешки. 🔸Трахеальные кольца полные. Сиринкс — важная анатомическая зона. 🔸Воздухоносные бронхи образуют медиолатеральную, медиодорсальную, латеровентральную и латеродорсальную группы. 🔸У большинства птиц 9 воздушных мешков: парные шейные, ключичные (одиночный, иногда парный), парные черепно-грудные, хвостовые и брюшные. 🔸Диафрагмы нет. Вдох и выдох активные, за счет межреберных мышц. Изменение объема тела создает перепад давления, обеспечивающий движение воздуха через легкие и мешки. Цикл двухфазный — воздух проходит систему за два вдоха. 🔸Минутный объем дыхания ниже, чем у млекопитающих: 0,3–0,4 л/мин/кг, при нагрузке может возрастать в 5 раз. Расчет: ЧДД × дыхательный объем (15–30 мл/кг). 🔸У водоплавающих птиц повышен риск аспирации.

Дыхательная система птиц: ключевые особенности для анестезии и ИВЛ · Дыхание — через ноздри или рот. · При анестезии/ИВЛ интубация обязательна: используют трубку без манжеты либо манжету не раздувают. При необходимости возможна установка трубки непосредственно в воздушные мешки. · Трахеальные кольца полные. Сиринкс — важная анатомическая зона. · Воздухоносные бронхи образуют медиолатеральную, медиодорсальную, латеровентральную и латеродорсальную группы. · У большинства птиц 9 воздушных мешков: парные шейные, ключичные (одиночный, иногда парный), парные черепно-грудные, хвостовые и брюшные. · Диафрагмы нет. Вдох и выдох активные, за счет межреберных мышц. Изменение объема тела создает перепад давления, обеспечивающий движение воздуха через легкие и мешки. Цикл двухфазный — воздух проходит систему за два вдоха. · Минутный объем дыхания ниже, чем у млекопитающих: 0,3–0,4 л/мин/кг, при нагрузке может возрастать в 5 раз. Расчет: ЧДД × дыхательный объем (15–30 мл/кг). · У водоплавающих птиц повышен риск аспирации.

Клинический случай: Успешная терапия гипогликемической комы у крольчонка с крайне низкой массой тела Коллеги, хочу поделиться интересным и показательным клиническим случаем из нашей практики, который демонстрирует важность интенсивной терапии и командной работы. 🐰Анамнез: Пациент (карликовый кролик, самка) поступил в возрасте 6 месяцев с критически низкой массой тела — 350 г. Состояние при поступлении: гипогликемическая кома. От животного отказались предыдущие владельцы ввиду тяжести состояния и бесперспективности, по их мнению, дальнейшего лечения. Диагностика и лечение: Совместно с коллегой Анастасией Владимировной было принято решение о начале агрессивной интенсивной терапии. Протокол включал: 🔸Коррекцию гипогликемии и водно-электролитных нарушений (инфузионная терапия). 🔸Круглосуточный мониторинг витальных функций. 🔸Нутритивную поддержку. 🔸Преднизолон 2мг/кг в/в Результат: Терапия продлилась 7 дней. На фоне лечения удалось добиться стабилизации состояния, восстановления стойкого аппетита, нормализации дефекации и двигательной активности. С момента выписки прошло 2 месяца. Пациент переведен в новую семью под ответственное наблюдение. В рамках плановой профилактики репродуктивных патологий (в частности, аденокарциномы матки) на весну запланирована овариогистерэктомия. Резюме: Данный кейс — отличный пример того, что даже при крайне неблагоприятном прогнозе и критических показателях у мелких экзотических пациентов, грамотная интенсивная терапия и вера в успех могут привести к полному выздоровлению. Не стоит сдаваться даже в самых сложных ситуациях!

УЗИ через пластрон 🐢 У молодых черепах роговые пластины пластрона ещё тонкие и податливые. Это открывает отличную возможность для транспластронального ультразвукового исследования целома — без наркоза, без инвазивных доступов и с минимальным стрессом для пациента. Почему это работает? У ювенильных особей кальцификация пластрона ещё не завершена, поэтому ультразвуковой луч свободно проникает через щитки пластрона. У взрослых черепах этот метод почти неинформативен — приходится использовать подмышечные, паховые ямки или доступ через шею. Что можно оценить: 🔸Мочевой пузырь. 🔸Сердце: размер, сократимость, перикардиальный выпот. 🔸Печень: эхоструктура, размер, сосуды. 🔸Почки (расположены в тазу, но у мелких особей могут быть доступны). 🔸Кишечник: моторика, газ, инвагинации. 🔸Свободная жидкость, абсцессы, новообразования. Технические нюансы: ▪️Датчик: линейный, высокая частота (7–15 МГц и выше) — для мелких пациентов это критично. ▪️Гель подогреть до комнатной температуры. ▪️Фиксация минимальная, исследование быстрое — чтобы не переохладить и не спровоцировать стресс. ▪️Интерпретация требует опыта: анатомия черепах отличается от млекопитающих. Клиническая ценность: ▪️Диагностика асцита, гепатопатий, заболеваний почек. ▪️Дифференциальная диагностика объёмных образований. ▪️Мониторинг динамики при лечении. Ограничения: ▫️Метод работает только у молодых черепах (пока пластрон тонкий). ▫️У взрослых особей требуется другой доступ. ▫️Нужен опытный оператор и правильное оборудование. Если в вашей практике есть черепахи — попробуйте этот доступ. Это безопасно, информативно и часто даёт ответы, которые сложно получить другими методами.